Detección microscópica y molecular de Plasmodium spp. en flamencos (Phoenicopterus ruber) mantenidos bajo cuidado humano en Zoofari, Centro de Conservación, Morelos, México

Julian Mejia Restrepo; Luis Carrillo D’Lacoste; Andrea Jiménez Marín; Rafael Ojeda Flores; Andrés Ducoing Watty; Dafne Limón Civera; Mario Soto Salas; Liliana Aurora Ramos Garduño

doi:10.19230/jonnpr.3789

Autores/as

Julian Mejia Restrepo MVZ, Estudiante del Programa Único de Internado en Medicina Veterinaria y Zootecnia- Fauna Silvestre, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México
Luis Carrillo D’Lacoste Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México
Andrea Jiménez Marín Departamento de Zoología, Instituto de Biología. Universidad Nacional Autónoma de México. México
Rafael Ojeda Flores Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México
Andrés Ducoing Watty Departamento de Genética y Bioestadística. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México
Dafne Limón Civera Especialista en Medicina y cirugía veterinarias (Fauna Silvestre) FMVZ, UNAM. México
Mario Soto Salas Médico Veterinario del Centro de Conservación Zoofari, Morelos, México. México
Liliana Aurora Ramos Garduño Departamento de Etología, Fauna Silvestre y Animales de Laboratorio. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autónoma de México. México

DOI:

https://doi.org/10.19230/jonnpr.3789

Palabras clave:

Malaria aviar, Plasmodium, Phoenicopterus ruber, Hemoparásito, American Flamingo, PCR, Microscopía óptica, Medicina de la conservación

Resumen

Objetivos. Establecer la prevalencia de Plasmodium en la población de Phoenicopterus ruber mantenidos bajo cuidado humano en el Centro de Conservación Zoofari, Morelos, México.
Configuración y Diseño. Se han presentado reportes de vectores de malaria aviar pertenecientes a la familia Culicidae en estado de Morelos, México. La malaria aviar puede afectar diversas especies de aves incluyendo Phoenicopteriformes (Phoeniconaias minor, Phoenicopterus chilensis) la población de interés podría ser portadora subclínica de Plasmodium.

Materiales y Métodos. se realizó un estudio exploratorio en el total de la población de Phoenicopterus ruber. En la investigación se implementaron dos técnicas de diagnóstico de hemoparásitos, la primera corresponde a análisis de frotis sanguíneos teñidos con una tinción rápida tipo Romanowsky los cuales fueron evaluados mediante microscopía óptica convencional y la segunda concierne la realización de la PCR utilizando iniciadores para amplificar ADN mitocondrial de tres especies de hemoparásitos (Haemoproteus, Plasmodium, Leucocytozoon)

Análisis Estadístico utilizado. los resultados negativos del estudio no permiten realizar análisis estadístico

Resultados. En la evaluación mediante microscopía convencional no se evidenció en ningún frotis sanguíneo, presencia de merogonias o gránulos de hemozoína, obteniendo una totalidad de 80 muestras negativas. Las PCR realizadas bajo las condiciones utilizadas no demostraron amplificación exitosa de ADN parasitario.

Conclusiones. Nuestro estudio corresponde al primero de este tipo en la región. Después de implementar dos técnicas diferentes de diagnóstico para malaria aviar no se obtiene evidencia de la presencia de hemoparásitos en la población de Phoenicopterus ruber. Este tipo de investigaciones permite entender la dinámica e identificar enfermedades emergentes que puedan afectar a los animales y al hombre en una determinada región geográfica.

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Citas

Phoenicopterus ruber [Internet]. The IUCN Red List of Threatened Species. 2018 [cited 2020 Mar 30]. Available from: https://dx.doi.org/10.2305/IUCN.UK.2018-2.RLTS.T22729706A132180192.en.

Secretaria de Medio Ambiente y Recursos Naturales. Norma Oficial Mexicana [Internet]. Mexico: Diario oficial; 2010 p. 1–77. Available from: http://biblioteca.semarnat.gob.mx/janium/Documentos/Ciga/agenda/DOFsr/DO2454.pdf

Kight CR. Flamingo. Kight CR, editor. London: Reaktion Books; 2015. 175 p.

Valkiūnas G. Avian Malaria Parasites and Other Haemosporidia. First. Valkiūnas G, editor. Boca Ratón, Florida, USA.: CRC Press Book; 2005. 947 p.

Lacroix R, Mukabana WR, Gouagna LC, Koella JC. Malaria infection increases attractiveness of humans to mosquitoes. PLoS Biol. 2005;3(9):1590–3.

Hatcher MJ, Dick JTA, Dunn AM. Parasites that change predator or prey behaviour can have keystone effects on community composition. Biol Lett [Internet]. 2014;10(1):0–4. Available from: https://royalsocietypublishing.org/doi/pdf/10.1098/rsbl.2013.0879

Suzán Azpiri G, Galindo Maldonado F, Ceballos González G. La importancia del estudio de enfermedades en la conservación de fauna silvestre. Vet Méx. 2000;31(3):223–30.

Santiago-alarcon D, Carbo-Ramirez P. Parásitos Sanguíneos de Malaria y Géneros Relacionados ( Orden : Haemosporida ) en aves de México : Recomendaciones Metodológicas para campo y laboratorio. Ornitol Neotrop. 2015;26(January):59–77.

Panayotova-Pencheva MS. Parasites in Captive Animals: A Review of Studies in Some European Zoos. Zool Garten [Internet]. 2013;82(1–2):60–71. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.zoolgart.2013.04.005

Rae M. Hemoprotozoa of caged and aviary birds. Semin Avian Exot Pet Med. 1995;4(3):131–7.

Palinauskas V, Valkiunas G, Bolshakov C V., Bensch S. Plasmodium relictum (lineage P-SGS1): Effects on experimentally infected passerine birds. Exp Parasitol. 2008;120(4):372–80.

Chagas CRF, Valkiūnas G, De Oliveira Guimarães L, Monteiro EF, Guida FJV, Simões RF, et al. Diversity and distribution of avian malaria and related haemosporidian parasites in captive birds from a Brazilian megalopolis. Malar J. 2017;16(1):1–20. 13. Thurber MI, Gamble KC, Krebs B, Goldberg TL. Molecular Detection of Plasmodium in Free-Ranging Birds and Captive Flamingos ( Phoenicopterus Chilensis ) in Chicago . J Zoo Wildl Med. 2014;45(4):749–54.

Hellgren O, Waldenström J, Bensch S. a New Pcr Assay for Simultaneous Studies of Leucocytozoon, Plasmodium, and Haemoproteus From Avian Blood. J Parasitol. 2004;90(4):797–802.

Bernotiene R, Palinauskas V, Iezhova T, Murauskaite D, Valkiunas G. Avian haemosporidian parasites (Haemosporida): A comparative analysis of different polymerase chain reaction assays in detection of mixed infections. Exp Parasitol. 2016;163:31–7.

Peirce MA. Pathogenic subspecies of Plasmodium relictum found in African birds. Vet Rec. 2005;156(10):328.

Ferrell ST, Snowden K, Marlar AB, Garner M, Lung NP. Fatal Hemoprotozoal Infections in Multiple Avian Species in a Zoological Park. J Zoo Wildl Med. 2007;38(2):309–16.

Valkiūnas G. Life cycle and morphology. In: Valkiunas G, editor. Avian malaria parasites and other haemosporidia. First. Boca Ratón, Florida, USA.: CRC Press Book; 2005. p. 17–47.

Valkiunas G, Iezhova TA. Keys to the avian malaria parasites. Malar J [Internet]. 2018;17(1):17–9. Available from: https://doi.org/10.1186/s12936-018-2359-5

Atkinson CT, Thomas NJ, Hunte B. Parasitic Diseases of Wild Birds. In: Atkinson CT, editor. Parasitic Diseases of Wild Birds. First. John Wiley & Sons; 2008. p. 35–53.

Fecchio A, Chagas CRF, Bell JA, Kirchgatter K. Evolutionary ecology, taxonomy, and systematics of avian malaria and related parasites. Acta Trop [Internet]. 2020;204(January):105364. Available from: https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2020.105364

Bennett GF, Aguirre AA, Cook RS. Blood Parasites of Some Birds from Northeastern Mexico. J Parasitol. 1991;77(1):38.

Belo NO, Passos LF, Júnior LMC, Goulart CE, Sherlock TM, Braga EM. Avian malaria in captive psittacine birds: Detection by microscopy and 18S rRNA gene amplification. Prev Vet Med. 2009;88(3):220–4.

Makler MT, Palmer CJ, Ager AL. A review of practical techniques for the diagnosis of malaria. Ann Trop Med Parasitol. 1998;92(4):419–33.

Freed LA, Cann RL. Dna Quality and Accuracy of Avian Malaria Pcr Diagnostics: a Review. Condor. 2006;108(2):459.

Waldenström J, Bensch S, Hasselquist D, Östman Ö. A New Nested Polymerase Chain Reaction Method Very Efficient in Detecting Plasmodium and Haemoproteus Infections From Avian Blood. J Parasitol. 2004;90(1):191–4.

Rhim H, Bae J, Kim H, Han JI. Prevalence and phylogenetic analysis of avian haemosporidia in wild birds in the republic of korea. J Wildl Dis. 2018;54(4):772–81.

Bensch S, Stjernman M, Hasselquist D, Ostman O, Hansson B, Westerdahl H, et al. Host specificity in avian blood parasites: A study of Plasmodium and Haemoproteus mitochondrial DNA amplified from birds. Proc R Soc B Biol Sci. 2000;267(1452):1583–9.

Videvall E. Genomic Advances in Avian Malaria Research. Trends Parasitol [Internet]. 2019;35(3):254–66. Available from: https://doi.org/10.1016/j.pt.2018.12.005

Ortega-Morales AI, Huerta H, Strickman D, Sánchez Ramos FJ, Landeros Flores J, Chávez EC. Registros de Mosquitos en México: Culex stigmatosoma Dyar y Cx. thriambus Dyar (Diptera: Culicidae) con Notas Taxonómicas para Ambas Especies . Southwest Entomol. 2011;36(2):177–96.

Clark NJ, Clegg SM, Lima MR. A review of global diversity in avian haemosporidians (Plasmodium and Haemoproteus: Haemosporida): New insights from molecular data. Int J Parasitol [Internet]. 2014;44(5):329–38. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.ijpara.2014.01.004

Deem S. Conservation Medicine to One Health: The Role of Zoologic Veterinarians. In: Miller RE, Fowler ME, editors. Fowler’s Zoo and Wild Animal Medicine. Eighth. St. Louis.: Elsevier-Saunders; 2015. p. 698–703.